Dopo aver cercato di svegliare HIV, aiutare il sistema immunitario a controllarlo o, al contrario, costringerlo a rimanere silenzioso, esiste una possibilità apparentemente ancora più radicale: intervenire direttamente sul DNA.
Devo ammettere che mi avvicino a questa parte della ricerca con una curiosità particolare. In Italia, almeno per quella che è la mia esperienza, CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats, ripetizioni palindromiche brevi raggruppate e regolarmente intervallate) applicato alla cura di HIV non sembra suscitare grandi entusiasmi. Parlandone con un noto virologo, mi sono sentito rispondere con un principio difficile da contestare: primum non nocere. Poi è arrivata la domanda: «Tu ti fideresti?». Francamente stavo per rispondere di sì, ma per rispetto dell’esperto ho preferito tacere.Da allora, però, ho avuto qualche elemento in più per pensarci. A giugno, durante il World of Pharma di Milano, ho ascoltato Jennifer Doudna, una delle scienziate che hanno sviluppato CRISPR/Cas9 e Premio Nobel per la Chimica nel 2020, e soprattutto ho scoperto che continuavo anch’io a considerare CRISPR una tecnologia più lontana dalla medicina di quanto non sia realmente. Casgevy®, basato proprio su CRISPR/Cas9, è già una terapia approvata e rimborsata in Italia per alcune persone con beta-talassemia trasfusione-dipendente e anemia falciforme severa.[1] Ne avevo parlato nell’articolo Il tempo e il CRISPR. Questo naturalmente non dimostra che CRISPR sia pronto a curare HIV: modificare in laboratorio cellule staminali che vengono poi reinfuse e raggiungere il reservoir di HIV disperso nell’organismo sono problemi enormemente diversi. Ma dimostra qualcosa di altrettanto importante: CRISPR non è più soltanto una promessa di laboratorio. È già medicina.
Il confronto con Casgevy, però, ha anche un limite importante. Nell’anemia falciforme il problema che il gene editing deve affrontare è molto più circoscritto di quello posto da HIV. Le cellule staminali ematopoietiche vengono prelevate dalla persona, modificate con CRISPR in laboratorio e successivamente reinfuse. L’editing avviene quindi ex vivo, su una popolazione cellulare che possiamo isolare e controllare prima di restituirla all’organismo.
Con HIV chiediamo a CRISPR qualcosa di molto diverso. Il reservoir è costituito da cellule rare, eterogenee e disseminate in numerosi compartimenti anatomici; alcune si trovano nel sangue, molte altre nei linfonodi, nell’intestino e in altri tessuti, compreso il sistema nervoso centrale. Se vogliamo escindere il provirus, il sistema di editing deve essere somministrato in vivo, raggiungere proprio quelle cellule e modificare una quota sufficientemente grande dei provirus intatti senza danneggiare il DNA delle altre cellule. È un problema di delivery, specificità ed efficienza enormemente più difficile.
Detto questo, Casgevy dimostra dunque che CRISPR può diventare una terapia sicura ed efficace quando il bersaglio e le cellule da modificare sono ben definiti. Non dimostra che sia altrettanto “semplice” utilizzarlo contro un virus nascosto in reservoir diffusi nell’organismo. È questa differenza, più che CRISPR in sé, a rendere la sfida della cura di HIV particolarmente complessa.
Per questo alla domanda «tu ti fideresti?» oggi risponderei in modo diverso. Non con un sì incondizionato, perché sicurezza, effetti off-target e conseguenze a lungo termine devono essere dimostrati per ogni specifico intervento. Ma neppure con un no dettato dal fatto che stiamo modificando il DNA o dalla paura irrazionale di finire come la pecora Dolly. La domanda che mi interessa è un’altra: che cosa ci dicono i dati? Ed è con questa domanda che voglio provare a capire a che punto siamo davvero con CRISPR nella ricerca sulla cura di HIV.
HIV, infatti, ha una caratteristica che rende così difficile guarire dall’infezione. Una volta entrato nella cellula, trasforma il proprio RNA in DNA e inserisce una copia del proprio materiale genetico nel DNA della cellula. È il provirus di cui abbiamo parlato fin dal primo articolo di questa serie. La ART impedisce efficacemente al virus di continuare a replicarsi, ma non elimina quel DNA già integrato. È anche per questo che, quando interrompiamo la terapia, HIV può tornare.
Il gene editing prova a intervenire proprio a questo livello: modificare in maniera estremamente precisa determinate sequenze del DNA. E lo strumento che negli ultimi anni ha trasformato questo campo della ricerca si chiama CRISPR-Cas.
CRISPR: delle forbici per il DNA?
CRISPR viene spesso descritto come una sorta di «forbice molecolare». L’immagine è utile, purché non la prendiamo troppo alla lettera. Il sistema utilizza una breve sequenza di RNA, chiamata guide RNA, progettata per riconoscere una specifica sequenza di DNA. Questa guida conduce una proteina — per esempio Cas9 — nel punto prescelto del genoma; Cas9 può quindi tagliare il DNA e la cellula, tentando di riparare quel taglio, può essere indotta a modificare la sequenza interessata.
Nel caso di HIV questa tecnologia apre almeno due strade molto diverse. La prima consiste nell’intervenire sull’HIV stesso, tagliando il DNA provirale integrato nella cellula con l’obiettivo di inattivarlo o addirittura di escinderne parti essenziali. La seconda non tocca direttamente HIV, ma la cellula che può essere infettata: per esempio modificando CCR5, uno dei corecettori che molti ceppi di HIV utilizzano per entrare nei CD4. L’obiettivo, in questo secondo caso, è creare cellule resistenti all’infezione.
Questa distinzione secondo me va posta subito, perché impedisce di mettere sotto l’etichetta «CRISPR contro HIV» strategie concettualmente molto differenti. La modifica di CCR5 cerca in qualche modo di riprodurre geneticamente una condizione che conosciamo già in natura e che ha avuto un ruolo determinante nei rarissimi casi di guarigione ottenuti dopo trapianto; l’escissione del provirus tenta invece qualcosa che nessuna delle strategie esaminate finora ha fatto: andare a cercare HIV nel DNA delle cellule che costituiscono il reservoir e modificarlo direttamente. E, almeno dal mio punto di vista, questa seconda possibilità è forse ancora più affascinante della prima.
Per chi vive con HIV è difficile scrivere una frase del genere senza provare una certa emozione. Per gran parte della nostra storia abbiamo imparato a parlare di controllo dell’infezione, soppressione virale, terapia efficace, aspettativa di vita; risultati enormi, che hanno cambiato le nostre vite. Qui, invece, la parola che torna davanti è un’altra: guarire. Non controllare HIV meglio, non tenerlo addormentato, non riuscire a vivere senza ART lasciandolo nell’organismo. Guarire.
Naturalmente una parola così carica di aspettative impone ancora più rigore nel guardare ai dati. Ma è proprio per questo che, fra le strategie che abbiamo incontrato finora, l’idea di intervenire direttamente sul provirus esercita su di me un fascino particolare: perché percorre, almeno nelle intenzioni, la strada più diretta verso la guarigione.
Ma tra poter tagliare HIV in una cellula in laboratorio e poter eliminare il reservoir di una persona c’è una distanza enorme. Lo STEPS lo sintetizzava bene già presentando i primi lavori CRISPR: risultati molto preliminari, possibili effetti off-target e una procedura complessa. E il nostro articolo sul reservoir aveva già individuato probabilmente l’ostacolo principale: una tecnologia perfetta non serve a molto se non riusciamo a farla arrivare a tutte le cellule nelle quali deve lavorare.
Perché modificare CCR5?
Prima di provare a cancellare HIV dal DNA, vale la pena capire perché una parte della ricerca sul gene editing abbia scelto un bersaglio apparentemente strano: non il virus, ma una proteina delle nostre cellule.
CCR5 è un corecettore presente sulla superficie di numerose cellule immunitarie. Per entrare nei CD4, molti ceppi di HIV non utilizzano soltanto il recettore CD4: hanno bisogno anche di CCR5, che funziona quindi come una delle porte attraverso le quali il virus riesce a entrare nella cellula.
Esistono però persone che possiedono naturalmente una mutazione chiamata CCR5Δ32. Quando la mutazione è presente in entrambe le copie del gene, CCR5 non viene espresso normalmente sulla superficie cellulare e questo conferisce una forte resistenza all’infezione da parte dei ceppi di HIV che utilizzano quel corecettore.
È qui che questa storia incrocia quella delle pochissime persone considerate guarite da HIV. Il caso che ha cambiato tutto è quello di Timothy Ray Brown, il cosiddetto Berlin patient. Brown aveva HIV e sviluppò una leucemia; per curare il tumore fu sottoposto a un trapianto di cellule staminali ematopoietiche provenienti da un donatore con la mutazione CCR5Δ32 in entrambe le copie del gene. Dopo il trapianto interruppe la ART e HIV non tornò. Per la prima volta avevamo la prova che guarire da HIV era biologicamente possibile.
Negli anni successivi altri rarissimi casi hanno confermato che un trapianto può portare alla guarigione. Ma hanno anche reso la spiegazione meno semplice. Per molto tempo si è pensato che sostituire il sistema immunitario con cellule prive di CCR5 fosse una componente indispensabile del risultato; oggi sappiamo che probabilmente non è così. Sono state osservate remissioni durature anche dopo trapianti con cellule che conservavano CCR5 funzionale, indicando che entrano in gioco anche la drastica riduzione del reservoir, la sostituzione delle cellule immunitarie e altri meccanismi legati al trapianto.
Naturalmente nessuno propone di utilizzare il trapianto di cellule staminali come terapia ordinaria per HIV. È una procedura complessa e rischiosa, giustificabile in queste persone dalla presenza di tumori ematologici potenzialmente letali. Ma quei casi hanno lasciato alla ricerca una domanda formidabile: possiamo ottenere almeno una parte dello stesso risultato senza fare un trapianto da un donatore raro?
Il gene editing nasce anche da qui. Invece di cercare una persona con la mutazione CCR5Δ32, potremmo prendere le cellule della stessa persona con HIV, modificare il gene CCR5 e restituirle all’organismo, creando artificialmente una popolazione di cellule più resistente all’infezione, e questa non è più soltanto un’ipotesi formulata sulla carta.
Già nel 2014 uno studio pubblicato sul New England Journal of Medicine sperimentò questa idea in dodici persone con HIV. Non venne utilizzato CRISPR, che allora muoveva i primi passi, ma una tecnologia precedente di gene editing chiamata zinc-finger nuclease (ZFN). I ricercatori prelevarono CD4 dai partecipanti, modificarono CCR5 in laboratorio e reinfusero miliardi di quelle cellule. Le cellule geneticamente modificate attecchirono, persistettero nell’organismo e, durante l’interruzione della ART effettuata in alcuni partecipanti, mostrarono un vantaggio rispetto ai CD4 non modificati. Non fu una cura, ma dimostrò nell’uomo che l’idea era tecnicamente possibile.[2]
Che cosa cambia con CRISPR?
L’esperimento con le zinc-finger nucleases dimostrò quindi qualcosa di importante: possiamo prelevare cellule di una persona con HIV, modificarne geneticamente CCR5 e restituirle all’organismo. CRISPR non inventa questa possibilità. Cambia però profondamente il modo in cui possiamo farlo.
Con le ZFN, per riconoscere una determinata sequenza di DNA bisogna costruire proteine specificamente progettate per quel bersaglio. Se vogliamo cambiare bersaglio, dobbiamo modificare anche quelle proteine. CRISPR-Cas9 separa invece, almeno in parte, le due funzioni: Cas9 è l’enzima che taglia il DNA, mentre a dirgli dove tagliare è una breve sequenza di RNA, il guide RNA. Per indirizzare Cas9 verso un altro punto del DNA non dobbiamo quindi riprogettare da capo la proteina: possiamo cambiare la sequenza della guida. È un sistema molto più semplice da programmare, versatile e relativamente economico.
È un cambiamento che può sembrare soltanto tecnico, ma per HIV ha conseguenze importanti. Possiamo progettare una guida che porti Cas9 verso CCR5, modificando la cellula per renderla resistente all’infezione; oppure possiamo indirizzarla verso una sequenza dello stesso HIV integrata nel DNA cellulare. E possiamo utilizzare più guide contemporaneamente, cercando di colpire il provirus in punti diversi. Questa capacità di multiplexing è particolarmente interessante per un virus geneticamente variabile come HIV e rende CRISPR uno strumento molto flessibile per tentare di colpire direttamente il reservoir.
Naturalmente «più facile da programmare» non significa né facile da usare nell’organismo né automaticamente sicuro. Cas9 deve tagliare esattamente dove vogliamo noi e non in altre regioni del nostro DNA: è il problema degli effetti off-target. La sequenza bersaglio di HIV, inoltre, deve essere sufficientemente conservata da essere riconosciuta nonostante la variabilità del virus e, soprattutto, dobbiamo riuscire a portare Cas9 e le sue guide dentro una quota sufficiente delle cellule che contengono il reservoir, comprese quelle disseminate nei diversi tessuti. Gli studi più recenti continuano infatti a indicare proprio la bassa efficienza dell’editing in vivo e il delivery fra i principali ostacoli alla traduzione di CRISPR in una strategia di cura per HIV.[3]
C’è però una possibilità che le ZFN utilizzate nello studio del 2014 su CCR5 non avevano ancora cercato di realizzare nell’uomo e che ci riporta alla domanda con cui abbiamo aperto questo articolo. Invece di modificare una nostra proteina per rendere le cellule più difficili da infettare, possiamo puntare le forbici direttamente contro HIV già integrato nel nostro DNA?
Tagliare HIV fuori dal nostro DNA
L’idea dell’escissione è probabilmente la rappresentazione più intuitiva di ciò che vorremmo ottenere con CRISPR: se il provirus è inserito nel DNA della cellula, perché non tagliare il DNA ai suoi estremi e rimuoverlo?
In linea di principio è possibile. Il provirus di HIV è delimitato alle due estremità da regioni chiamate LTR (Long Terminal Repeats), sequenze che svolgono funzioni essenziali nella regolazione dell’espressione e della replicazione virale. Utilizzando uno o più guide RNA, CRISPR può essere programmato per riconoscere specifiche sequenze del provirus e Cas9 può effettuare tagli in due punti. Se entrambi i tagli avvengono nel modo e nei tempi giusti, il tratto di DNA compreso fra essi può essere rimosso: è questa, propriamente, l’escissione.
A quel punto, però, rimane una cellula con il proprio DNA tagliato. Ed entra in gioco qualcosa che non controlliamo interamente noi: i normali sistemi cellulari di riparazione del DNA. La cellula cerca di ricongiungere le estremità rimaste. È proprio questo processo che può lasciare il provirus mutilato o definitivamente incapace di funzionare; ma il risultato dell’editing non è sempre identico. CRISPR può produrre l’escissione del frammento desiderato, ma anche mutazioni nel punto del taglio e, più raramente, l’inversione del frammento tagliato.
Questo spiega anche perché utilizzare due guide non significa semplicemente «tagliare due volte». I due tagli devono essere sufficientemente coordinati perché il DNA compreso fra loro venga effettivamente eliminato prima che la cellula ripari il primo. Uno studio pubblicato nel 2026 lo ha mostrato in maniera particolarmente chiara: alcune coppie di guide con cinetiche compatibili hanno raggiunto in laboratorio livelli di escissione molto elevati, mentre con altre combinazioni il primo taglio veniva riparato prima che avvenisse il secondo e l’escissione non si verificava affatto.
C’è poi un’altra ragione per colpire HIV in più punti. HIV è estremamente variabile. Se utilizziamo una sola guida e la sequenza virale bersaglio presenta già una differenza, oppure viene modificata dalla riparazione successiva al taglio senza che il virus venga completamente inattivato, quella guida potrebbe non riconoscerla più. In laboratorio sono stati infatti osservati fenomeni di escape anche da CRISPR. Utilizzare più guide dirette contro regioni virali differenti e possibilmente molto conservate rende più difficile che un provirus capace di funzionare sfugga all’intervento.
Ed è qui che la parola «escissione» rischia di far sembrare semplice qualcosa che semplice non è. Non dobbiamo riuscire a eliminare un frammento di HIV da una cellula in laboratorio: dobbiamo far arrivare il sistema di editing nelle cellule del reservoir sparse nell’organismo, riconoscere provirus che non sono tutti geneticamente identici, effettuare correttamente i tagli e lasciare intatto il resto del genoma umano.
Ma c’è anche una differenza fondamentale rispetto alle strategie che abbiamo raccontato finora. Se l’operazione riesce, quella particolare copia del provirus non viene controllata, addormentata o tenuta a bada: viene fisicamente eliminata dal DNA della cellula. È difficile immaginare un intervento che si avvicini più letteralmente all’idea di eradicazione.[4]
Quando CRISPR arriva alle persone con HIV
Nel 2022 è iniziato un esperimento che fino a pochi anni prima sarebbe sembrato fantascienza. Per la prima volta un sistema CRISPR progettato per cercare e tagliare il DNA di HIV è stato somministrato direttamente nell’organismo di persone con HIV.
Il trattamento si chiamava EBT-101. Invece di prelevare cellule, modificarle in laboratorio e reinfonderle — come era stato fatto con CCR5 — EBT-101 doveva compiere tutto il lavoro in vivo. Il sistema utilizzava una variante di Cas9, chiamata SaCas9, insieme a due guide dirette contro sequenze differenti del genoma di HIV. Per trasportare questo materiale nelle cellule veniva utilizzato un vettore virale AAV9, cioè un virus adeno-associato modificato in modo da funzionare come veicolo. Una singola infusione endovenosa doveva quindi distribuire nell’organismo gli strumenti necessari a raggiungere le cellule infette e tagliare il provirus.
Prima di arrivare all’uomo, questa strategia aveva prodotto risultati incoraggianti nei modelli animali. Nei macachi il vettore era riuscito a raggiungere diversi compartimenti nei quali può trovarsi il reservoir — tra cui linfonodi, milza, colon e midollo osseo — e gli esperimenti avevano mostrato evidenze di editing del DNA virale in diversi tessuti. Era esattamente il problema del delivery che abbiamo incontrato più volte: non basta avere delle forbici capaci di tagliare HIV, bisogna riuscire a portarle dove HIV si nasconde.
Lo studio clinico ha coinvolto soltanto sei persone con HIV, tutte in ART e con carica virale soppressa. Ed è importante ricordare che si trattava innanzitutto di un primo studio nell’uomo: l’obiettivo principale era verificare sicurezza e tollerabilità, non dimostrare che EBT-101 fosse già capace di curare HIV. Da questo punto di vista il risultato fu incoraggiante: il trattamento risultò generalmente ben tollerato e non emersero segnali di danno off-target rilevanti nelle analisi effettuate.
Ma naturalmente arrivò la domanda che per noi conta di più: HIV era stato eliminato abbastanza da permettere di vivere senza ART?
Alcuni partecipanti poterono interrompere la terapia sotto stretto controllo medico. Il virus tornò. Nei dati presentati inizialmente, tutti e tre i partecipanti della prima coorte che effettuarono la ATI ebbero un rebound e dovettero riprendere la ART; nell’analisi successiva presentata ad AIDS 2024 emerse però un risultato particolare: un partecipante mostrò una riduzione del reservoir misurabile e il rebound fu ritardato fino a 16 settimane. Era un segnale interessante, ma non una guarigione.[5]
E qui, secondo me, dobbiamo resistere a due letture opposte e ugualmente sbagliate. La prima sarebbe dire che CRISPR ha fallito e quindi questa strada non funziona. La seconda sarebbe trasformare quel singolo rebound ritardato nella prova che siamo vicini alla cura. EBT-101 non ha curato HIV, ma ha dimostrato che possiamo somministrare per via sistemica a una persona con HIV un sistema CRISPR progettato per colpire il provirus, senza che da questo primo piccolo studio emergesse il disastro genetico che qualcuno potrebbe immaginare sentendo parlare di DNA tagliato dentro l’organismo.
Per me questo risultato riporta anche alla domanda del virologo con cui abbiamo aperto l’articolo: «Tu ti fideresti?». Sei persone sono troppo poche per stabilire la sicurezza di una tecnologia destinata eventualmente a moltissime persone che grazie alla ART hanno HIV ben controllato, e il primum non nocere rimane quindi più che pertinente. Ma adesso quella domanda può almeno cominciare ad avere una risposta basata sui dati, non sulla paura: qualcuno si è già fidato.
Perché EBT-101 non ha impedito il rebound?
Il risultato di EBT-101 ci riporta brutalmente alla complessità del reservoir. Per impedire definitivamente il rebound non basta che CRISPR riesca a trovare e modificare alcuni provirus. Deve raggiungere una quota sufficientemente ampia delle cellule che contengono HIV capace di riaccendere l’infezione, ovunque queste cellule si trovino nell’organismo. È esattamente il problema del delivery che avevamo incontrato fin dal primo articolo di questa serie.
EBT-101 utilizzava AAV9 proprio perché questo vettore è capace di raggiungere diversi tessuti. Gli studi preclinici avevano mostrato una buona distribuzione nei macachi, compresi compartimenti importanti per il reservoir. Ma passare da «il vettore arriva in questi tessuti» a «il sistema CRISPR modifica una quota sufficiente di tutti i provirus biologicamente rilevanti» è un salto enorme. Ogni passaggio deve funzionare: il vettore deve raggiungere la cellula infetta, entrarvi, permettere l’espressione di Cas9 e delle guide; queste devono riconoscere le sequenze virali e produrre l’editing desiderato. Basta che rimangano abbastanza cellule con un provirus intatto perché, una volta tolta la ART, HIV possa ricominciare a replicarsi.
C’è poi il problema della diversità virale. Le guide di EBT-101 sono progettate contro sequenze relativamente conservate di HIV, ma i provirus presenti in una persona non sono necessariamente tutti identici. Una differenza nella sequenza bersaglio può ridurre o impedire il riconoscimento da parte della guida. Il fatto che nel partecipante con rebound ritardato fosse stata osservata una buona corrispondenza fra le sequenze del suo HIV e i bersagli di EBT-101 è interessante proprio per questo: suggerisce che la variabilità individuale del virus possa influire sull’efficacia dell’editing, anche se con numeri così piccoli non permette conclusioni definitive.
Infine c’è un problema ancora più radicale: non sappiamo quale percentuale del reservoir dobbiamo eliminare per impedire il rebound. Potrebbe non essere necessario cancellare ogni singola traccia di DNA di HIV, perché gran parte dei provirus è difettiva e incapace di produrre nuovo virus. Ma basta che sopravviva una popolazione sufficientemente piccola di provirus intatti e competenti perché l’infezione possa ripartire. E oggi non possediamo neppure strumenti capaci di misurare perfettamente, in una persona vivente, tutto il reservoir distribuito nei diversi tessuti. Il sangue, come abbiamo già visto, ce ne mostra soltanto una parte.[6]
Perciò EBT-101 non ci dice che l’idea di escindere HIV sia sbagliata. Ci dice qualcosa di forse più utile: il problema non è più soltanto sapere se CRISPR può tagliare il provirus. Può farlo. Il problema è riuscire a farlo abbastanza bene, abbastanza diffusamente e contro abbastanza varianti di HIV da non lasciare al virus una via per tornare.
È una differenza enorme. In una patologia genetica può essere sufficiente correggere una determinata popolazione di cellule per ottenere un beneficio clinico; nel caso di una strategia che aspira all’eradicazione di HIV, invece, ciò che non raggiungiamo può essere importante quanto ciò che riusciamo a modificare.
Quanto è sicuro modificare il DNA?
Arriviamo così al primum non nocere. Il timore non è irrazionale in sé: CRISPR interviene sul DNA e un errore potrebbe avere conseguenze molto diverse da quelle di un farmaco che, una volta sospeso ed eliminato dall’organismo, smette di agire. Una modifica genetica può invece essere permanente. Proprio per questo la sicurezza è uno dei problemi centrali di tutto il gene editing terapeutico.
Il rischio più intuitivo è quello degli effetti off-target: la guida dovrebbe condurre Cas9 verso una determinata sequenza, ma potrebbe riconoscere anche una regione sufficientemente simile del nostro genoma e provocare un taglio dove non era previsto. Le conseguenze possono andare da piccole inserzioni o delezioni di DNA ad alterazioni strutturali più importanti. Negli ultimi anni, inoltre, è diventato chiaro che non dobbiamo preoccuparci soltanto dei tagli effettuati nel posto sbagliato. Anche nel punto corretto — quindi on-target — la riparazione del DNA successiva al taglio può produrre occasionalmente grandi delezioni, inversioni o traslocazioni cromosomiche.[7]
Questo non significa che CRISPR produca inevitabilmente simili danni. Significa che bisogna cercarli con strumenti sufficientemente sensibili.[8] Il rischio dipende dal sistema utilizzato, dalle guide, dal tipo di cellule, dalle modalità con cui l’editing viene effettuato e da quanto a lungo l’enzima rimane attivo. La progettazione delle guide e le tecniche utilizzate per individuare eventuali modificazioni indesiderate sono quindi parte integrante dello sviluppo di una terapia CRISPR.
Nel caso di EBT-101, i dati disponibili finora sono rassicuranti, ma devono essere letti per quello che sono. Negli studi preclinici sui primati non umani non sono stati rilevati eventi off-target attribuibili al trattamento nelle analisi effettuate; anche il primo studio nell’uomo non ha fatto emergere finora segnali di sicurezza tali da interrompere lo sviluppo. Ma abbiamo parlato di appena sei persone. È impossibile utilizzare un campione simile per escludere eventi rari o conseguenze che potrebbero comparire a distanza di anni.
Non a caso, le persone che hanno ricevuto EBT-101 sono inserite in uno studio di follow-up che prevede controlli fino a quindici anni dopo la somministrazione.[9] Non è un dettaglio burocratico: quando produciamo intenzionalmente modificazioni del DNA, alcune conseguenze potenziali — comprese quelle legate alla genotossicità e allo sviluppo di tumori — possono richiedere molto tempo prima di diventare osservabili.
Per HIV questa valutazione è particolarmente severa. Non stiamo cercando una terapia per una condizione priva di alternative: la ART permette oggi di controllare HIV in modo straordinariamente efficace. Una strategia di cura che interviene permanentemente sul DNA deve quindi offrire un beneficio sufficientemente importante da giustificare un rischio che, almeno inizialmente, sarà inevitabilmente meno conosciuto di quello delle terapie antiretrovirali che utilizziamo da decenni.
Perciò, se oggi quel virologo mi chiedesse nuovamente «tu ti fideresti?», continuerei a non avere una risposta incondizionata. Ma formulerei diversamente la domanda: quanto deve diventare sicuro CRISPR perché il possibile beneficio di guarire da HIV giustifichi il rischio di utilizzarlo?
Il primum non nocere, a quel punto, non chiude la discussione. Stabilisce quanto alta deve essere?», continuerei a non avere l’asticella.
Vale infine la pena ricordare che CRISPR non significa necessariamente tagliare il DNA con Cas9. Negli ultimi anni sono state sviluppate tecniche più raffinate, come il base editing e il prime editing, che permettono di modificare specifiche sequenze del DNA senza ricorrere necessariamente al classico doppio taglio della doppia elica.[10] Anche nella ricerca su HIV si sta studiando come utilizzare questi strumenti per modificare bersagli cellulari come CCR5 e, nel caso del base editing, anche per intervenire direttamente sul virus. Per ora siamo ancora nella ricerca preclinica, ma è un’indicazione importante: anche CRISPR sta evolvendo, e gli strumenti che potremmo utilizzare domani potrebbero essere diversi da quelli sperimentati con EBT-101.
CRISPR è la strategia che prende più letteralmente sul serio l’idea di eradicazione, ma il problema decisivo non è più dimostrare che possiamo modificare il provirus; è riuscire a raggiungere abbastanza reservoir, farlo con sufficiente precisione e dimostrare che il rischio è accettabile rispetto a una ART estremamente efficace.
Siamo ancora molto lontani dal sapere se CRISPR riuscirà davvero a portarci fin lì. Ma, fra tutte le strategie che abbiamo incontrato in questa serie, è forse quella che rende più concreta un’idea che per molti anni abbiamo quasi evitato di pronunciare: non soltanto vivere bene con HIV, non soltanto controllarlo senza terapia, ma eliminarlo dall’organismo. Guarire.
HIV cure — la serie
- Il reservoir non è solo un nascondiglio
- Shock and kill: quando svegliare HIV non basta
- Possiamo potenziare il sistema immunitario contro HIV?
- Un vaccino per chi HIV ce l’ha già?
- E se invece lo lasciassimo dormire?
- Possiamo cancellare HIV dal DNA?
[1] Agenzia Italiana del Farmaco (AIFA). Casgevy® (exagamglogene autotemcel). Report tecnico-scientifico. AIFA, 20 maggio 2026.
[2] Tebas P, Stein D, Tang WW, et al. Gene Editing of CCR5 in Autologous CD4 T Cells of Persons Infected with HIV. N Engl J Med. 2014;370:901–910. doi:10.1056/NEJMoa1300662.
[3] McCann K, Palmer S, Lewin SR.CRISPR/Cas9 for achieving postintervention HIV control. Curr Opin HIV AIDS. 2025. doi:10.1097/COH.0000000000000963. PMID: 40682401.
[4] Yu Z, Bao Y, Alcalá-Lalinde A, et al. Elucidating the kinetics of CRISPR–SaCas9 action to obtain effective HIV DNA excision with two gRNAs. Nucleic Acids Res. 2026;54(6):gkag205. doi:10.1093/nar/gkag205.
[5] Presti RM, et al. EBT-101: First-in-human clinical trial of systemic CRISPR-Cas9 multiplex targeting of latent HIV. 27th Annual Meeting of the American Society of Gene & Cell Therapy (ASGCT); Baltimore, Maryland; 10 May 2024.
[6] Trunfio M, Caballero G, Gomez-Moreno V, et al. Central Nervous System T-cell immune architecture, and not HIV burden, tracks with cognition under long-term viral suppression. PLoS Pathog. 2026;22(6):e1014351. doi:10.1371/journal.ppat.1014351.
[7] Aussel C, et al. The hidden risks of CRISPR/Cas: structural variations and genome integrity. Nat Commun. 2025;16. doi:10.1038/s41467-025-62606-z.
[8] Binda CS, et al. CRISPR-Cas attack of HIV-1 proviral DNA can cause unintended deletion of surrounding cellular DNA. J Virol. 2023. PMID: 37982648.
[9] ClinicalTrials.gov. Long-Term Follow-Up Study of HIV-1 Infected Adults Who Received EBT-101. NCT05143307.
[10] Prasad VR, et al. Antiretrovirals to CCR5 CRISPR/Cas9 gene editing – a paradigm shift chasing an HIV cure. Front Cell Infect Microbiol. 2023;13:1200322. doi:10.3389/fcimb.2023.1200322.